Los complejos captadores de luz ( SSC , o complejos de antenas , a veces simplemente antenas ) son complejos de proteínas y pigmentos de organismos fotosintéticos , localizados en membranas fotosintéticas y que realizan la función de absorción primaria de cuantos de luz , seguida de migración de energía de excitación a los centros de reacción de fotosistemas. También proporcionan un ajuste fino del aparato fotosintético y participan en su protección contra el fotodaño.
El evento clave de la etapa luminosa de la fotosíntesis, en la que la energía de radiación se convierte en energía química, es el proceso de separación de carga en los centros de reacción de los fotosistemas. La separación de carga es el proceso de transferencia de electrones desde los centros de reacción de clorofila excitados al aceptor primario. La separación de cargas se produce como resultado de la excitación de los centros de reacción de la clorofila cuando ésta absorbe un determinado cuanto de energía. Sin embargo, un impacto directo de un fotón , que transporta la energía necesaria para la excitación, en la clorofila del centro de reacción es extremadamente improbable. Por lo tanto, la fotosíntesis efectiva solo es posible con la presencia de antenas: complejos de proteínas y pigmentos que capturan fotones de diferentes longitudes de onda y dirigen la energía de excitación a los centros de reacción. Se sabe que la gran mayoría de las moléculas de clorofila forman parte de complejos de antenas y no de centros de reacción. En las plantas superiores , alrededor de 300 moléculas antena de clorofila están asociadas con un centro de reacción [1] .
Para utilizar la energía de los fotones que no son absorbidos por la clorofila (el área de “inmersión verde”), también se incluyen otros pigmentos en las antenas. En las plantas superiores, estos son carotenoides ( carotenos y xantofilas ), y en varias algas y algunos procariotas fotosintéticos, también son ficobilinas . Las clorofilas y los carotenoides se unen a las proteínas de forma no covalente, debido a interacciones electrostáticas, enlaces de coordinación con magnesio e interacciones hidrofóbicas. Las ficobilinas se unen covalentemente a las proteínas a través de enlaces tioéter y éter [2] .
La migración de energía en los complejos de captación de luz siempre se produce con algunas pérdidas de energía. En este sentido, el máximo de absorción del pigmento donante se desplaza a longitudes de onda más cortas (en comparación con el máximo del pigmento aceptor). Es decir, la energía de excitación del pigmento donante siempre es mayor que la energía de excitación del pigmento aceptor (parte de la energía se disipa en calor) [3] . Por ejemplo, para las plantas superiores, la migración de energía es típica en la siguiente dirección: carotenoides → clorofila b → clorofila a → clorofila a del centro de reacción (como parte de un dímero).
La organización de las CSC en diferentes organismos es bastante variable (en comparación con la estructura conservadora de los centros de reacción), lo que refleja la adaptación de los fotótrofos a diferentes condiciones de iluminación en el curso de la evolución.
Dado que se encontró que la transferencia de energía eficiente en las antenas también ocurre a temperaturas extremadamente bajas (1° K = –272 °C), se concluyó que la transferencia de energía ocurre sin transferencia de electrones (el transporte de electrones es imposible a temperaturas tan bajas) [4] . Se distinguen los siguientes mecanismos de migración de energía:
Estos mecanismos de transferencia de energía son fundamentalmente diferentes a los mecanismos implementados en las cadenas de transporte de electrones ( ETC ), ya que la transferencia de energía en diferentes partes de la ETC está asociada con la transferencia de electrones (electron energymigration). La transferencia de electrones entre cofactores dentro de los complejos de proteínas ETC se lleva a cabo de acuerdo con 1) mecanismos semiconductores o 2) resonancia (basados en el efecto del túnel de electrones a través de la barrera de energía). La transferencia de electrones en áreas con portadores móviles se realiza según el mecanismo difuso [11] .
Las bacterias moradas tienen un solo fotosistema, en muchos aspectos similar al fotosistema II de las cianobacterias y las plantas superiores . Los complejos captadores de luz están ubicados alrededor de este fotosistema: en la periferia - LH2 y cerca del centro de reacción - LH1 [12] . Las moléculas de bacterioclorofila y carotenoides se encuentran en las proteínas de los complejos . Al mismo tiempo, los complejos LH2 externos se caracterizan por formas de pigmentos de longitud de onda más corta (800–850 nm), mientras que el complejo LH1 interno tiene longitudes de onda más largas (alrededor de 880 nm). La bacterioclorofila del centro de reacción (RC) tiene un máximo de absorción de longitud de onda aún mayor. Tal estructura asegura la absorción de fotones en LH2 y la migración dirigida a través de LH1 a RC. Las bacterias moradas se caracterizan por CSC de múltiples subunidades con una organización circular. Los complejos, por regla general, incluyen dos tipos de polipéptidos : subunidades α y β . Ambas subunidades son proteínas pequeñas que constan de regiones hidrófilas (citoplasmáticas y periplásmicas) y un dominio transmembrana. La organización de proteínas y la disposición de pigmentos en RC y SSC se estudia utilizando el método de cristalografía de rayos X [12] .
Para Rhodobacter sphaeroides , se muestra la organización dimérica del complejo (LH1 - RC - PufX) 2 (con una resolución de 8 Å) [13] . El dímero contiene dos proteínas PufX, que forman huecos en las antenas circulares de LH1, a través de las cuales la ubiquinona reducida sale de la RC . Además, esta proteína es responsable de la dimerización. Un complejo dimérico similar fue encontrado por microscopía electrónica en las membranas de la bacteria Rhodobaca bogoriensis [14] .
En Rhodopseudomonas palustris , se describió la estructura del complejo LH1-RC-proteína W (con una resolución de 4,8 Å) [15] . La proteína W, por analogía con PufX, forma un hueco en la antena circular LH1. Una ruptura en LH1 proporciona acceso al transportador de ubiquinona móvil al RC.
La resolución más alta (3 Å) describe la estructura del complejo monomérico LH1 - RC en la bacteria termófila Thermochromatium tepidum [16] . En este caso, LH1 rodea completamente el RC y no tiene huecos; la vía de transporte de la ubiquinona proporciona un canal especial en la antena. Además, existen sitios de unión de cationes de calcio desde el extremo C-terminal de las subunidades LH1 ; se supone que la unión de calcio aumenta la estabilidad térmica del complejo.
En los clorosomas de las bacterias verdes del azufre, el complejo captador de luz está ubicado en el lado citoplásmico de la membrana y consta de aproximadamente 10 000 moléculas de bacterioclorofila (principalmente bacterioclorofila c) asociadas con proteínas. Están rodeados por membranas lipídicas y su base (la bacterioclorofila a se encuentra en la base de los complejos) está en contacto con el complejo captador de luz incrustado en la membrana que rodea el centro de reacción. La transferencia de excitones se produce desde la bacterioclorofila c, que absorbe a una longitud de onda de unos 750 nm (B750) a través de las moléculas de bacterioclorofila a situadas en la base (B790), a la bacterioclorofila a del complejo fotoabsorbente integrado en la membrana (B804) y , finalmente, a la bacterioclorofila a del centro de reacción (P840). [17]
En las plantas superiores , los complejos captadores de luz internos (o núcleo, del inglés core ) y externos están aislados. Cada fotosistema (I y II) tiene un SSC tanto interno como externo, es decir, las plantas superiores tienen 4 tipos de CSC. Las antenas externas proporcionan absorción de fotones y migración de energía de excitación a las antenas internas. Las antenas internas están ubicadas muy cerca de los centros de reacción; también absorben cuantos de luz y aseguran la migración de la energía de excitación a los centros de reacción de los fotosistemas. Cada CSC contiene varios polipéptidos; Cada proteína CSC contiene un número estrictamente definido de pigmentos.
La antena externa PS I incluye cuatro polipéptidos Lhca1-4 (complejo de captación de luz) con un peso molecular de aproximadamente 22 kDa. Cada polipéptido lleva alrededor de 100 moléculas de clorofilas ayb y xantofilas (luteína, violoxantina) . La relación clorofila a/clorofila b en la antena externa del PS I es de aproximadamente 3,5. Las proteínas de las antenas extrínsecas están organizadas en forma de media luna alrededor de cada fotosistema individual. Además, si el PS I forma un supercomplejo trimérico, entonces las medias lunas del PS I individual se cierran, rodeando completamente al trímero. A diferencia del trímero móvil de la antena externa CCK II, la antena externa CCK I está permanentemente conectada a PS I y no es capaz de difundirse en la membrana. Las proteínas Lhca1-4 están codificadas en el genoma nuclear.
En tomate , las proteínas Lhca1 y Lhca4 existen en dos isoformas. Hay dos genes homólogos que codifican Lhca5 y Lhca6 [18] [19] en Tal 's rezukhovidka . Se sabe que Lhca5 se encuentra en cantidades significativas en luz brillante y puede formar homodímeros que se unen a Lhca2 y Lhca3. Existe evidencia de que el complejo NADH-deshidrogenasa de los cloroplastos , similar al complejo NADH-deshidrogenasa de las mitocondrias y homólogo al complejo bacteriano I [20] [21] , de los cloroplastos forma un supercomplejo con al menos dos PSI utilizando las proteínas Lhca5 y Lhca6. [19]
Antena interna FS ILa antena interna de PS I se localiza en dos proteínas centrales del fotosistema (proteínas A y B), alrededor del centro de reacción P 700 y cofactores de transferencia de electrones . La composición de la antena interna incluye 95 moléculas de clorofila a , 12-22 moléculas de β-caroteno, de las cuales 5 están en conformación cis . Los pigmentos de la antena interna están dispuestos en forma de cilindro que rodea a los agentes redox. de la cadena de transporte de electrones del PS I. el núcleo del fotosistema I y están codificados en el genoma del plástido . [22]
La antena externa PSII consta de una antena móvil y proteínas de antena menores. Las proteínas de antena móvil incluyen: Lhcb1-3 (masa de aproximadamente 26 kDa), proteínas menores - Lhcb4-6 (o CP29, CP26, CP23). Las proteínas Lhcb1-3 están codificadas en el genoma nuclear. [23]
Cada una de las proteínas de la antena móvil contiene 7-8 moléculas de clorofila a, 6 moléculas de clorofila b , 2 moléculas de luteína cruzadas , una de neoxantina y una de violaxantina (o zeaxantina ). [23] La proteína Lhcb2 es la proteína principal de la membrana tilacoide , por lo que está bien estudiada. Lhcb2 contiene un importante residuo de treonina que puede sufrir fosforilación, lo cual es importante para la transición de los cloroplastos del estado 1 al estado 2. Una proteína Lhcb1 y dos proteínas Lhcb2 forman un heterotrímero de antena móvil, CCK II. El trímero CCK II móvil es capaz de difundirse en la membrana tilacoide y puede unirse a PS I (con la participación de la subunidad H), aumentando así el flujo de energía al centro de reacción de PS I y reduciendo la carga en el centro de reacción de PS II. .
Las proteínas minoritarias Lhcb4-6 se ubican entre la antena móvil y la antena interna del complejo PSII. Cada una de estas proteínas contiene de 13 a 15 clorofilas y de 4 a 5 xantofilas ( luteína , neoxantina , violo o zeaxantina ). Las proteínas menores de PS II, debido a su ubicación, sirven como canales para el flujo de energía desde la antena CCK II externa al centro de reacción de PS II. Es en las proteínas menores de CCK II donde se produce el ciclo de la xantofila ( violoxantina ), que desempeña un papel fotoprotector bajo una iluminación excesiva. [23]
Antena interna FS IIEn contraste con PS I, donde la antena interna está ubicada en proteínas centrales que transportan clorofilas del centro de reacción y cofactores de transferencia de electrones , la antena interna de PS II está ubicada en dos proteínas separadas (CP43 y CP47) adyacentes a las proteínas centrales de PS II ( proteínas D1 y D2). La proteína CP43 se encuentra cerca de D1 y la CP47 cerca de D2. CP43 lleva 13 moléculas de clorofila a , CP47 - 16, además contienen 3-5 moléculas de β-caroteno. Las proteínas CP43 y CP47 están codificadas en el genoma del plástido. [24]
En el estado 1, el trímero móvil CCKII está asociado con PSII. Con un aumento de la intensidad de la luz, se regenera el conjunto de plastoquinonas y citocromos b 6 /f del complejo, lo que activa una quinasa especial que fosforila el trímero móvil. Como resultado de la fosforilación, la superficie del trímero móvil adquiere una carga negativa, lo que conduce a su disociación del PSII. El trímero móvil fosforilado puede unirse a PSI. El estado en el que el trímero móvil se asocia con PSI se denomina estado 2. Durante la oxidación de las plastoquinonas se produce la reacción inversa de desfosforilación de la antena móvil por parte de la enzima proteína fosfatasa, se vuelve a la región de membranas gran emparejadas y se produce un aumento en el flujo de entrada de energía a PSII, que va acompañado de la conmutación del sistema del estado 2 al estado 1. que una serie de subunidades PSI (H, O, L) son necesarias para la unión del complejo móvil CCKII y la transición al estado 2 [25] [26] [27] . Como resultado de la transición del estado 1 al estado 2, la energía de radiación se redirige de PSII a PSII, que lleva a cabo de manera más eficiente el flujo cíclico de electrones. Cambiar entre el estado 1 y 2 es un mecanismo importante para proteger el aparato fotosintético de las altas intensidades de luz. [28]
En algunas cianobacterias (incluidas las proclorófitas ), glaucocistófitas , criptofitas y algas rojas , los pigmentos de los complejos captadores de luz están representados por tetrapirroles que no están cerrados en un macrociclo : las ficobilinas . Las ficobilinas se fijan en las proteínas mediante la formación de enlaces covalentes ( tioéter y éter ), mientras que la molécula de cromóforo adopta una conformación de bucle abierto. Los complejos pigmento-proteína son hidrofílicos y se pueden extraer con agua caliente. La hidrólisis del enlace covalente entre el pigmento y la apoproteína requiere un tratamiento con ácido clorhídrico mientras se calienta. Las ficobiliproteínas se caracterizan por una intensa fluorescencia, sin embargo, cuando la proteína se desnaturaliza , las ficobiliproteínas pierden esta capacidad.
Hay varias clases de ficobilinas, con diferentes características espectrales:
En las células de algas, las ficobiliproteínas se organizan en complejos captadores de luz (ficobilisomas) que se ubican en la superficie de las membranas de los tilocos . Los ficobilisomas pueden tener forma de semidisco o semiesféricos. Los ficobilisomas también contienen proteínas especiales responsables de la agregación de los pigmentos de ficobilina y el ensamblaje de los ficobilisomas. La organización de los ficobilisomas es tal que las ficobilinas con máximos de absorción de longitud de onda más corta se ubican en la periferia, y las de longitud de onda más corta están cerca de los centros de reacción. La migración de energía en los ficobilisomas ocurre con la disipación de parte de la energía de excitación en calor y obedece a la regla general: de los pigmentos de menor longitud de onda a los de mayor longitud de onda (ficoeritrina → ficocianina → aloficocianina) [29] .
En cryptophthids , las ficobiliproteínas se encuentran en la luz de los tilacoides y no hay ficobilisomas estándar [30] .
La proporción de pigmentos de ficobilina en diferentes tipos de algas está determinada por la composición espectral de la luz que utilizan. A grandes profundidades de la columna de agua, penetra principalmente luz azul de longitud de onda corta. En este sentido, las algas rojas , que suelen vivir a grandes profundidades, acumulan ficoeritrinas, que absorben eficazmente cuantos de alta energía. Y en las cianobacterias que habitan cuerpos de agua dulce y las capas superiores de la columna de agua de los océanos , se acumulan principalmente ficocianinas y aloficocianinas. Además, en algas de la misma especie, la proporción de pigmentos tampoco es constante y se modifica en función de la profundidad del hábitat (fenómeno de adaptación cromática ) [31] .