Punto de referencia del husillo

El punto de control del huso , también conocido como transición de metafase a anafase , punto de control del ensamblaje del huso ( SAC ), punto de control de la metafase o punto de control mitótico , es un punto de control del ciclo celular durante la mitosis o la meiosis , que evita que los cromosomas duplicados se separen ( anafase ) hasta que cada cromosoma está correctamente unido al huso . Para lograr una segregación adecuada, los dos cinetocoros de las cromátidas hermanas deben estar unidos a polos opuestos del huso (orientación bipolar) [1] . Solo este método de unión asegura que cada célula hija reciba una copia del cromosoma. La característica bioquímica definitoria de este punto de control es la estimulación del complejo promotor de la anafase por los complejos de fase M de ciclina-CDK , que a su vez provoca la degradación proteolítica de las ciclinas y las proteínas que mantienen unidas a las cromátidas hermanas [2] .

Resumen y significado

El inicio de la metafase se caracteriza por la unión de los microtúbulos con los cinetocoros de los cromosomas, así como el alineamiento de los cromosomas en el centro de la célula. Cada cromátida tiene su propio cinetocoro, y todos los microtúbulos asociados con los cinetocoros de las cromátidas hermanas irradian desde los polos opuestos de la célula. Estos microtúbulos tiran de los cromosomas hacia los extremos opuestos de las células, mientras que la cohesión entre las cromátidas hermanas contrarresta esta fuerza.

Durante la transición de la metafase a la anafase, esta conexión entre las cromátidas hermanas se rompe y las cromátidas separadas se desplazan hacia lados opuestos de la célula con la ayuda de los microtúbulos del huso. Las cromátidas se separan aún más por el movimiento físico de los propios polos del huso. La disociación prematura de las cromátidas puede provocar la segregación incorrecta de los cromosomas y la aneuploidía en las células hijas. Por lo tanto, el trabajo del punto de control del huso es evitar esta transición a la anafase hasta que los cromosomas se unan correctamente antes de que se separen las cromátidas hermanas.

Para mantener la identidad de la célula y su correcto funcionamiento, es necesario mantener el número adecuado de cromosomas después de cada división celular . Un error en la creación de células hijas con menos o más cromosomas de los esperados (una situación llamada aneuploidía ) puede conducir, en el mejor de los casos, a la muerte celular o, por el contrario, puede conducir a resultados fenotípicos catastróficos [3] [4] . Ejemplos incluyen:

Detección de punto de control de ensamblaje de husillo (SAC)

Zirkle (en 1970) fue uno de los primeros investigadores en descubrir que cuando incluso un cromosoma se retrasa en su camino hacia la placa metafásica, el inicio de la anafase se retrasa unos minutos después de su llegada [5] . Esta observación, junto con otras similares, sugiere que existe un mecanismo de control en la transición de la metafase a la anafase. Cuando se usan medicamentos como el nocodazol y la colchicina , el huso mitótico se desarma y el ciclo celular se bloquea durante la transición de la metafase a la anafase. Al usar estas preparaciones (ver revisión de Reeder y Palazzo en 1992 [6] ), el mecanismo de control propuesto se denominó Spindle Assembly Checkpoint (SAC, punto de control del husillo). Desde entonces, este mecanismo regulador ha sido intensamente estudiado [7] .

Utilizando varios tipos de estudios genéticos, se ha establecido que varios tipos de defectos son capaces de activar SAC: despolimerización del huso [8] [9] , presencia de cromosomas dicéntricos (con dos centrómeros) [10] , divergencia de centrómeros en un forma aberrante [11] , defectos en los cuerpos de los polos de los husos en S. cerevisiae [12] , defectos en las proteínas cinetocóricas [13] , mutaciones en el ADN centromérico [14] o defectos en los motores moleculares activos durante la mitosis [8] . Puede encontrarse un resumen de estas observaciones en un artículo de 1999 de Hardwick y colaboradores [15] .

Usando sus propias observaciones, Zirkle [5] fue el primero en sugerir que “alguna (...) sustancia necesaria para que la célula entre en anafase aparece unos minutos después de C (el momento en que el último cromosoma llega a la placa de metafase), o después de un cambio brusco en el estado citoplasmático , inmediatamente en C o inmediatamente después de C", lo que sugiere que esta función se localiza en cinetocoros no unidos al huso mitótico. McIntosh amplió esta sugerencia al sugerir que una sola enzima detectora de tensión ubicada en los centrómeros produce un inhibidor del inicio de la anafase cuando los dos cinetocoros hermanos no están bajo tensión bipolar [16] . De hecho, la evidencia disponible sugiere que la señal de "esperar para entrar en la anafase" se produce principalmente en o cerca de los cinetocoros no unidos [17] . Sin embargo, el evento principal asociado con la unión del cinetocoro al huso, que es capaz de inactivar la señal inhibidora y desbloquear la metafase, puede ser la adquisición de microtúbulos por parte del cinetocoro (como lo propusieron Reeder y colaboradores en 1995) . 17] .), o la tensión que estabiliza el anclaje de los microtúbulos sobre los cinetocoros (como sugieren los experimentos realizados en el laboratorio de Niklas [18] ). Estudios posteriores en células que contienen dos husos mitóticos independientes en un solo citoplasma han demostrado que el inhibidor de la transición de metafase a anafase es generado por cinetocoros no unidos y no se difunde libremente en el citoplasma [19] . Sin embargo, el mismo estudio demostró que una vez que se inicia la transición de la metafase a la anafase en una parte de la célula, esta información se propaga por todo el citoplasma y puede superar la señal de "esperar para entrar en la anafase" asociada con la transición de la anafase. un segundo huso que contiene cinetocoros independientes.

Antecedentes sobre la duplicación, cohesión y segregación de las cromátidas hermanas

División celular: duplicación de material y propagación a células hijas

Cuando las células están listas para dividirse, porque son lo suficientemente grandes o reciben un estímulo apropiado [20] , activan el mecanismo para ingresar al ciclo celular y duplicar la mayoría de los orgánulos durante la fase S (síntesis), incluidos sus centrosomas . Por lo tanto, cuando se complete el proceso de división celular, cada célula hija recibirá un conjunto completo de orgánulos. Al mismo tiempo, durante la fase S, todas las células deben duplicar su ADN con mucha precisión  , un proceso llamado replicación del ADN . Una vez que se completa la replicación del ADN, en los eucariotas la molécula de ADN se condensa y se condensa para formar cromosomas mitóticos , cada uno de los cuales consta de dos cromátidas hermanas , que se mantienen unidas por el enlace entre ellas; cada cromátida es una molécula de ADN completa unida a través de microtúbulos a uno de los dos centrosomas de una célula en división ubicada en los polos opuestos de la célula. La estructura formada por centrosomas y microtúbulos se denomina huso mitótico debido a su forma característica, que contiene cromosomas entre dos centrosomas. Ambas cromátidas hermanas permanecen juntas hasta la anafase ; en este punto, se separan y se dirigen hacia el centrosoma al que están unidos. Así, cuando dos células hijas se separan al final del proceso de división, cada una de ellas recibirá un juego completo de cromátidas. El mecanismo responsable de la correcta distribución de las cromátidas hermanas durante la división celular se denomina segregación cromosómica .

Para garantizar que los cromosomas se separen correctamente, las células han desarrollado un mecanismo preciso y complejo. Primero, las células deben coordinar la duplicación del centrosoma con la replicación del ADN, y una falla en esta coordinación generará husos mitóticos monopolares o multipolares, que generalmente causan una segregación cromosómica anormal [21] porque en este caso no se producirá la distribución cromosómica. de forma equilibrada.

Mitosis: Unión de los cromosomas al huso y segregación de los cromosomas

Durante la fase S, el centrosoma comienza a duplicarse. Justo al comienzo de la mitosis, ambos centriolos alcanzan su longitud máxima, reclutan material adicional y aumenta su capacidad para formar núcleos de microtúbulos. A medida que avanza la mitosis, ambos centrosomas se separan y forman el huso mitótico [22] . Así, el huso mitótico tiene dos polos de los que emanan los microtúbulos. Los microtúbulos (MT) son largos filamentos de proteínas con extremos asimétricos: un extremo, etiquetado como "menos" (-), es relativamente estable y cerca del centrosoma, y ​​el extremo, etiquetado como "más" (+), con fases alternas de crecimiento y crecimiento. retracción, examinando el centro de la célula en busca de cromosomas. Cada cromátida tiene una región especial llamada centrómero , encima de la cual se ensambla una estructura proteica llamada cinetocoro , que es capaz de estabilizar el extremo positivo del microtúbulo. Entonces, si por casualidad un microtúbulo que sondea el centro de la célula encuentra un cinetocoro, puede suceder que el cinetocoro lo capture, de modo que el cromosoma se una al huso a través del cinetocoro de una de sus cromátidas hermanas. El cromosoma juega un papel activo en la unión del cinetocoro al huso. Asociado con la cromatina está el factor de intercambio de nucleótidos de guanina (GEF), que estimula el Ran citosólico cerca del cromosoma para unir GTP en lugar de GDP. La forma activada de Ran unida a GTP libera proteínas estabilizadoras de microtúbulos como TPX2 de complejos de proteínas en el citosol, lo que provoca la nucleación y polimerización de microtúbulos alrededor de los cromosomas [2] . Estos microtúbulos derivados del cinetocoro, junto con las proteínas motoras de cinesina en los cinetocoros externos, facilitan la interacción con la superficie lateral de los microtúbulos derivados del polo del huso. Sin embargo, estos montajes laterales no son estables y deben convertirse en un montaje final. La transformación de la unión lateral en unión de la punta permite que el crecimiento y la contracción de los extremos positivos de los microtúbulos se conviertan en fuerzas de empuje y tracción en los cromosomas para lograr una biorientación adecuada. Dado que las cromátidas hermanas están unidas y ambos cinetocoros están ubicados espalda con espalda en ambas cromátidas, cuando un cinetocoro se une a un centrosoma, el cinetocoro hermano se abre al centrosoma ubicado en el polo opuesto; por esta razón, en la mayoría de los casos, el segundo cinetocoro se conecta al centrosoma en el polo opuesto a través de sus microtúbulos [23] , de modo que los cromosomas se vuelven "bidireccionales", que es una configuración fundamental (también llamada anfitélica ) que asegura que el cromosoma la segregación ocurrirá correctamente cuando la célula se divida [24] [25] . A veces, uno de los dos cinetocoros hermanos puede unirse simultáneamente a los MT generados por ambos polos, una configuración llamada merotélica , que no es detectada por el punto de control del huso, pero puede generar cromosomas retrasados ​​durante la anafase y, por lo tanto, aneuploidía. La orientación merotelica (caracterizada por la ausencia de tensión entre los cinetocoros hermanos) es común al inicio de la mitosis, pero la proteína Aurora B (una quinasa preservada desde la levadura hasta los vertebrados) detecta y elimina este tipo de anclaje [26] . (Nota: Aurora B a menudo se sobreexpresa en varios tipos de tumores y actualmente es un objetivo para el desarrollo de fármacos contra el cáncer [27] ).

Aglomeración de cromátidas hermanas durante la mitosis Cohesina: proteínas SMC

Como se señaló anteriormente, las cromátidas hermanas permanecen asociadas desde la fase S (cuando el ADN se replica para formar dos copias idénticas, dos cromátidas) hasta la anafase. En este punto, las dos cromátidas hermanas divergen y divergen hacia los polos opuestos de la célula en división. Los estudios genéticos y bioquímicos de extractos de levadura y huevo en Xenopus laevis han identificado el complejo poliproteico como un actor importante en la cohesión de las cromátidas hermanas (ver revisión de Hirano en 2000 [28] ). Este complejo se conoce como complejo de cohesina y en Saccharomyces cerevisiae consta de al menos cuatro subunidades: Smc1p, Smc3p, Scc1p (o Mcd1p) y Scc3p. Tanto Smc1p como Smc3p pertenecen a la familia de proteínas de mantenimiento estructural cromosómico (SMC), que constituyen un grupo de ATPasas cromosómicas altamente conservadas y forman un heterodímero (Smc1p/Smc3p). Scc1p es un homólogo de Rad21 en S. cerevisiae , identificado por primera vez como una proteína implicada en la reparación del ADN en S. pombe . Estas cuatro proteínas son esenciales para la levadura, y una mutación en cualquiera de ellas dará como resultado la separación prematura de las cromátidas hermanas. En la levadura, la cohesina se une a los sitios preferidos a lo largo de los brazos cromosómicos y es muy abundante cerca de los centrómeros, como se muestra en un estudio que utilizó inmunoprecipitación de cromatina [29] .

El papel de la heterocromatina

Las observaciones citológicas clásicas han confirmado que las cromátidas hermanas están más fuertemente unidas a las regiones heterocromáticas [30] , lo que indica que una estructura o composición específica de la heterocromatina puede favorecer el reclutamiento de cohesina [31] . De hecho, se ha demostrado que Swi6 (homólogo de HP-1 en S. pombe ) se une a la Lys 9 metilada de la histona H3 y promueve la unión de la cohesina a las repeticiones centroméricas en S. pombe [32] [33] . Estudios más recientes muestran que el mecanismo RNAi regula el establecimiento de heterocromatina, que a su vez recluta cohesina en esta región, tanto en S. pombe [34] como en células de vertebrados [35] . Sin embargo, debe haber mecanismos distintos a la heterocromatina para proporcionar una mayor cohesión en los centrómeros porque S. cerevisiae carece de heterocromatina adyacente a los centrómeros, pero la presencia de un centrómero funcional induce un aumento en la asociación de cohesina en la región adyacente que abarca 20-50 kb. [36]

En esta dirección, Orc2 (una proteína incluida en el Source Recognition Complex , ORC, involucrada en el inicio de la replicación del ADN durante la fase S ) también se encuentra en cinetocoros durante la mitosis en células humanas [37] ; De acuerdo con esta localización, algunas observaciones sugieren que Orc2 en la levadura participa en la cohesión de las cromátidas hermanas y su eliminación induce la activación del SAC [38] . También se ha observado que otros componentes del complejo ORC (como orc5 en S. pombe ) están implicados en la cohesión. Sin embargo, la ruta molecular que involucra a las proteínas ORC parece complementar la ruta de la cohesina y se desconoce en gran medida.

La función de cohesión y su disolución

El acoplamiento centromérico resiste las fuerzas aplicadas por los microtúbulos del huso a los polos, lo que crea tensión entre los cinetocoros hermanos. A su vez, esta tensión estabiliza la unión microtúbulo-cinetocoro a través de un mecanismo que involucra a la proteína Aurora B (revisado por Howf y Watanabe, 2004 [39] ).

De hecho, una disminución en los niveles celulares de cohesina conduce a la separación prematura de las cromátidas hermanas, así como a defectos en el congreso cromosómico en la placa metafásica y la deslocalización de proteínas en el complejo cromosómico pasajero , que contiene la proteína Aurora B [40] [41] . La estructura propuesta del complejo de cohesina sugiere que este complejo conecta directamente ambas cromátidas hermanas [42] . En esta supuesta estructura, los componentes SMC de la cohesina desempeñan un papel estructural de modo que el heterodímero SMC puede funcionar como una proteína de unión al ADN cuya conformación está regulada por ATP [43] . Sin embargo, Scc1p y Scc3p desempeñarán un papel regulador [28] .

En S. cerevisiae , Pds1p (también conocida como securina ) regula la cohesión de las cromátidas hermanas porque se une e inhibe la proteasa Esp1p ( sepina o separasa ). Cuando comienza la anafase, el complejo activador de la anafase ( APC /C o ciclosoma) escinde la securina. APC/C es una ubiquitina ligasa circular E3 que recluta la enzima conjugadora de ubiquitina E2 cargada con ubiquitina. Securin solo se reconoce si Cdc20, una subunidad activadora, está asociada con el núcleo de APC/C. Cuando la securina, Cdc20 y E2 están todas unidas a APC/C, E2 ubiquitina la securina y la destruye selectivamente. La degradación de securin libera la proteasa Esp1p/separase, que degrada los anillos de cohesina que unen dos cromátidas hermanas, promoviendo así la separación de las cromátidas hermanas [44] . También se ha demostrado que la cinasa Polo/Cdc5 fosforila los residuos de serina cerca del sitio de corte para Scc1, y esta fosforilación debería promover la actividad de corte [45] .

Aunque este mecanismo se conserva a lo largo de la evolución [46] [47] , en los vertebrados la mayoría de las moléculas de cohesina se liberan en profase, independientemente de la presencia de APC/C, en un proceso dependiente de Polo-like 1 ( PLK1 ) y Aurora B [48 ] . Sin embargo, se ha demostrado que una pequeña cantidad de Scc1 permanece asociada con los centrómeros en células humanas hasta la metafase, y una cantidad similar se elimina en la anafase cuando desaparece de los centrómeros [49] . Por otro lado, algunos experimentos muestran que la cohesión de las cromátidas hermanas en los brazos se pierde gradualmente después de la separación de los centrómeros hermanos, y las cromátidas hermanas se mueven hacia los polos opuestos de la célula [50] [51] .

Según algunas observaciones, parte de las cohesinas de los brazos cromosómicos y las cohesinas centroméricas están protegidas por la proteína Shugoshin ( Shugoshin, Sgo1), evitando su liberación en la profase [52] [53] . Para poder funcionar como protector de la cohesión centromérica, Sgo1 debe inactivarse temprano en la anafase, al igual que Pds1p. De hecho, tanto Pds1p como Sgo1 son sustratos de APC/C en vertebrados [54] .

Una descripción general del punto de control del husillo

El punto de control del ensamblaje del huso (SAC) es una señal activa producida por cinetocoros desanexados , que se conserva en todos los eucariotas . SAC detiene el ciclo celular al regular negativamente CDC20, lo que evita la activación de la actividad de poliubiquitinación del complejo estimulante de anafase (APC). Las proteínas responsables de la señal del SAC constituyen el complejo del punto de control mitótico (MCC), que incluye las proteínas SAC, MAD2 / MAD3 (deficiencia de detención mitótica), BUB3 (brotación no inhibida por benzimidazol) y CDC20 [55] . Otras proteínas involucradas en SAC incluyen MAD1 , BUB1 , MPS1 y Aurora B. Para eucariotas superiores, los componentes del complejo ROD-ZW10 son reguladores adicionales de SAC , <a href="https://en.wikipedia.org/wiki/ P31comet" rel ="mw:ExtLink" title="P31comet" class="new cx-link" data-linkid="208">p31<sup>cometa</sup></a>, MAPK , CDK1-ciclina- B , NEK2 y PLK1 [56] .

Activación de puntos de control

SAC supervisa la interacción entre los cinetocoros mal conectados y los microtúbulos del huso y se mantiene hasta que los cinetocoros se unen correctamente al huso. Durante la prometafase , las proteínas CDC20 y SAC se concentran en los cinetocoros antes de unirse al ensamblaje del huso. Estas proteínas mantienen la activación del SAC hasta que se eliminan y se establece la unión adecuada del cinetocoro a los microtúbulos. Incluso un solo cinetocoro no unido puede soportar el punto de control del huso [55] . Después de la unión del extremo positivo de los microtúbulos y la formación de microtúbulos del cinetocoro, MAD1 y MAD2 se agotan del ensamblaje del cinetocoro. Otro regulador de la activación del punto de control es el voltaje del cinetocoro. Cuando los cinetocoros hermanos están correctamente unidos a los polos opuestos del huso, las fuerzas en el huso mitótico crean tensión en los cinetocoros. Los cinetocoros hermanos biorientados estabilizan el conjunto cinetocoro-microtúbulos, mientras que la tensión débil tiene un efecto desestabilizador. En respuesta a la desconexión del cinetocoro, como la unión sintética , donde ambos cinetocoros se unen al mismo polo del huso, la ligera tensión resultante desestabiliza la desconexión y permite que el cinetocoro se adhiera correctamente al cuerpo del huso. Durante este proceso, los cinetocoros unidos al huso mitótico pero no bajo tensión activan el punto de control del huso. La quinasa Aurora-B/Ipl1 del complejo pasajero cromosómico funciona como un sensor de tensión en los desacoplamientos del cinetocoro. Detecta y desestabiliza las uniones incorrectas mediante el control de la cinesina KINI MCAK que desacopla los microtúbulos, el complejo DASH y el complejo Ndc80/Hec1 [57] en la interfaz microtúbulo-cinetocoro [56] . La quinasa Aurora-B/Ipl1 también es fundamental para corregir las uniones merotélicas cuando un cinetocoro se une simultáneamente a ambos polos del huso. Las uniones meroteliales crean suficiente tensión y SAC no las detecta y, si no se corrigen, pueden dar lugar a una segregación incorrecta de los cromosomas debido a la baja tasa de migración de cromátidas. Si bien la unión de microtúbulos se requiere de forma independiente para la activación de SAC, no está claro si la tensión es un regulador independiente de SAC, aunque está claro que se producen diferentes comportamientos reguladores cuando se estira.

Una vez activado, el punto de control del huso bloquea la entrada en la anafase al inhibir el complejo promotor de la anafase mediante la regulación de la actividad del complejo del punto de control mitótico. El mecanismo de inhibición de APC por el complejo del punto de control mitótico es poco conocido, aunque se supone que MCC se une a APC como un pseudosustrato , utilizando el motivo KEN-box en BUBR1 . Al mismo tiempo que se activa el complejo del punto de control mitótico, la proteína centrómero CENP-E activa BUBR1, que también bloquea la anafase [56] .

Formación del complejo del punto de control mitótico

El complejo del punto de control mitótico consta de BUB3 junto con MAD2 y MAD3 asociado con Cdc20 . MAD2 y MAD3 tienen diferentes sitios de unión en CDC20 y actúan sinérgicamente para inhibir APC/C. El complejo MAD3 consta de BUB3, que se une a Mad3 y BUB1B a través de un motivo lineal corto conocido como motivo GLEBS. Se desconoce el orden exacto de vinculación que debe tener lugar para formar un MCC. Es posible que Mad2-Cdc20 forme un complejo al mismo tiempo que BUBR1-BUB3-Cdc20 forme otro complejo, y estos dos subcomplejos, por lo tanto, se combinen en el complejo del punto de control mitótico [55] . En células humanas, la unión de BUBR1 a CDC20 requiere la unión previa de MAD2 a CDC20, por lo que es posible que el subcomplejo MAD2-CDC20 actúe como iniciador de la formación de MCC. El agotamiento de BUBR1 da como resultado solo una disminución modesta en los niveles de Mad2-Cdc20, mientras que se requiere Mad2 para que BubR1-Bub3 se una a Cdc20. Sin embargo, aún se requiere BUBR1 para la activación del punto de control [56] .

El mecanismo de formación de MCC no está claro y existen teorías en competencia tanto para la formación dependiente como independiente del cinetocoro. En apoyo de la teoría independiente del cinetocoro, MCC se encuentra en células de S. cerevisiae , en las que se han mutado proteínas de ensamblaje nuclear de cinetocoro, y en células en las que se ha desactivado SAC, lo que sugiere que MCC puede ensamblarse durante la mitosis sin localización de cinetocoro. En un modelo, los cinetocoros de prometafase no unidos pueden "sensibilizar" las APC a la inhibición de MCC al reclutar APC para los cinetocoros a través de un SAC en funcionamiento. Además, el agotamiento de varias proteínas SAC ha demostrado que el agotamiento de MAD2 y BUBR1 afecta el tiempo de mitosis independientemente de los cinetocoros, mientras que el agotamiento de otras proteínas SAC da como resultado SAC disfuncionales sin alterar la duración de la mitosis. Por lo tanto, es posible que SAC funcione a través de un temporizador de dos etapas, donde MAD2 y BUBR1 controlan la duración de la mitosis en la primera etapa, que puede extenderse en la segunda etapa si hay cinetocoros sueltos, así como otras proteínas SAC [56]. ] . Sin embargo, hay una serie de pruebas que no están a favor de un montaje independiente del cinetocoro. Aún no se ha detectado MCC durante la interfase, mientras que MCC no se forma a partir de sus componentes en extractos de meiosis II de X. laevis sin la adición de núcleos espermáticos y nocodazol para evitar el ensamblaje del huso.

El modelo líder para la formación de MCC es el "modelo de plantilla MAD2", que depende de la dinámica del cinetocoro MAD2 para la generación de MCC. MAD1 se localiza en cinetocoros no adheridos mientras se une fuertemente a MAD2. La localización de MAD2 y BubR1 en el cinetocoro también puede depender de la cinasa Aurora B [58] . Las células que carecen de Aurora B no pueden detenerse en la metafase incluso si no hay unión de microtúbulos en los cromosomas [59] . Los cinetocoros no unidos primero se unen al complejo del cometa MAD1-C-MAD2-p31 y liberan el cometa p31 a través de mecanismos desconocidos. El complejo MAD-C-MAD2 resultante recluta el confórmero abierto Mad2 (O-Mad2) a los cinetocoros. Este O-Mad2 cambia su conformación a Mad2 cerrado (C-Mad2) y se une a Mad1. Este complejo Mad1/C-Mad2 es responsable de reclutar más O-Mad2 para los cinetocoros, que cambian su conformación a C-Mad2 y se unen a Cdc20 en una reacción de autoamplificación. Dado que MAD1 y CDC20 contienen un motivo de unión a MAD2 similar, la conformación vacía de O-MAD2 cambia a C-MAD2 al unirse a CDC20. Este ciclo de retroalimentación positiva está regulado negativamente por el cometa p31 , que se une competitivamente a C-MAD2 unido a MAD1 o CDC20 y reduce aún más la unión de O-MAD2 a C-MAD2. También pueden existir mecanismos de control adicionales, dado que el cometa p31 está ausente en los eucariotas inferiores. Por lo tanto, la nomenclatura de "modelo de plantilla" proviene del proceso en el que MAD1-C-MAD2 actúa como plantilla para generar copias de C-MAD2-CDC20. Este secuestro de Cdc20 es necesario para mantener el punto de control del eje [55] .

Desactivar puntos de control

Hay varios mecanismos para la desactivación del SAC después de la biorientación adecuada de las cromátidas hermanas . Tras la unión de los microtúbulos al cinetocoro, el mecanismo de escisión transporta las proteínas del punto de control del huso lejos del cinetocoro a través del complejo motor dineína-dineína [56] . Las proteínas eliminadas, que incluyen MAD1, MAD2, MPS1 y CENP-F , luego se redistribuyen a los polos del huso . El proceso de eliminación depende en gran medida de la estructura intacta de los microtúbulos, así como de la movilidad de la dineína a lo largo de los microtúbulos. Además de actuar como un regulador de bucle de retroalimentación positiva C-MAD2, el cometa p31 también puede actuar como un desactivador de SAC. Los cinetocoros no unidos inactivan temporalmente el cometa p31 , pero la unión reactiva la proteína e inhibe la activación de MAD2, posiblemente por fosforilación inhibidora. Otro posible mecanismo para la inactivación de SAC surge de la disociación dependiente de la energía del complejo MAD2-CDC20 a través de la ubiquitinación no degradable de CDC20. Por el contrario, se requiere la enzima desubicuante protectina para mantener el SAC. Por lo tanto, los cinetocoros independientes mantienen el punto de control al recrear continuamente el subcomplejo MAD2-CDC20 a partir de sus componentes. SAC también se puede inactivar por proteólisis , inducida por la activación de APC. Debido a que el SAC no se reactiva por la pérdida de la cohesión de las cromátidas hermanas durante la anafase, la proteólisis de la ciclina B y la inactivación de la cinasa CDK1-ciclina-B también inhiben la actividad del SAC. La degradación de MPS1 durante la anafase impide la reactivación del SAC después del desacoplamiento de las cromátidas hermanas. Después de la desactivación del punto de control y durante la anafase normal del ciclo celular, el complejo estimulante de la anafase se activa al disminuir la actividad de MCC. Cuando esto ocurre, el complejo enzimático poliubiquitina el inhibidor de la anafase securina . La ubiquitinación y destrucción de securina al final de la metafase libera una proteasa activa llamada separasa. La separasa escinde las moléculas de cohesión que mantienen unidas a las cromátidas hermanas para activar la anafase [2] .

Un nuevo modelo para la desactivación de SAC en S. cerevisiae : el interruptor mecánico

Se ha propuesto un nuevo mecanismo para explicar cómo la unión del extremo de los microtúbulos al cinetocoro es capaz de interrumpir pasos específicos en la señalización del SAC. En el cinetocoro no adherido, el primer paso en la formación de MCC es la fosforilación de Spc105 por la quinasa Mps1. Spc105 fosforilado es entonces capaz de reclutar las proteínas de señalización Bub1 y 3 aguas abajo; Loco 1,2 y 3; y Cdc20. La asociación con Mad1 en cinetocoros independientes hace que Mad2 sufra un cambio conformacional que lo convierte de una forma abierta (O-Mad2) a una forma cerrada (C-Mad2). C-Mad2 unido a Mad1 luego se dimeriza con un segundo O-Mad2 y cataliza su cierre alrededor de Cdc20. Este complejo de C-Mad2 y Cdc20, MCC, deja Mad1 y C-Mad2 en el cinetocoro para formar otro MCC. Cada MCC secuestra dos moléculas Cdc20 para evitar su interacción con APC/C, manteniendo así SAC [2] . La fosforilación de Spc105 por Mps1 es necesaria y suficiente para iniciar la vía de señalización de SAC, pero este paso solo puede ocurrir en ausencia de unión de microtúbulos al cinetocoro. Se ha demostrado que la Mps1 endógena está asociada con el dominio de homología de calponina (CH) de Ndc80, que se encuentra en la región del cinetocoro externo alejada del cromosoma. Aunque Mps1 está anclado en el cinetocoro externo, aún puede localizarse en el cinetocoro interno y fosforilar a Spc105 debido a las regiones de bisagra flexibles en Ndc80. Sin embargo, el modelo de interruptor mecánico sugiere que la unión de un microtúbulo al final del cinetocoro desactiva el SAC a través de dos mecanismos. La presencia de un microtúbulo adjunto aumenta la distancia entre el dominio CH de Ndc80 y Spc105. Además, Dam1/DASH, un gran complejo de 160 proteínas que forma un anillo alrededor de un microtúbulo adjunto, actúa como barrera entre las dos proteínas. La separación impide la interacción entre Mps1 y Spc105 y, por lo tanto, inhibe la vía de señalización SAC [60] .

Este modelo no es aplicable a la regulación de SAC en organismos de orden superior, incluidos los animales. El aspecto principal del mecanismo de cambio mecánico es que en S. cerevisiae , la estructura del cinetocoro permite que solo se una un microtúbulo. Los cinetocoros animales, por otro lado, son redes mucho más complejas que contienen sitios de unión para múltiples microtúbulos [61] . La unión de los microtúbulos a todos los sitios de unión del cinetocoro no es necesaria para la desactivación del SAC y la transición a la anafase. Por lo tanto, los estados unidos a microtúbulos y no unidos a microtúbulos coexisten en el cinetocoro animal mientras se inhibe SAC. Este modelo no incluye una barrera que evitaría la fosforilación de Spc105 en un cinetocoro adyacente no adjunto a Mps1 asociado con un cinetocoro adjunto. Además, el complejo de levadura Dam1/DASH está ausente en las células animales.

Defectos del punto de control del huso y cáncer

Cuando el punto de control del huso funciona mal, puede provocar una segregación cromosómica incorrecta, aneuploidía e incluso tumorigénesis [56] . La transformación ocurre y se acelera cuando se altera la integridad del genoma, especialmente a nivel general de cromosomas completos o grandes porciones de ellos. De hecho, la aneuploidía es la característica más común de los tumores sólidos humanos y, por lo tanto, el punto de control del ensamblaje del huso se puede considerar como un posible objetivo para la terapia contra el cáncer [62] . Este es un hecho muy subestimado, ya que se cree que las mutaciones en ciertos genes, conocidos como oncogenes o supresores de tumores , son principalmente la causa de la inestabilidad genética y la tumorigénesis. Por lo general, varios puntos de control en el ciclo celular aseguran la integridad del genoma a través de mecanismos redundantes altamente conservados que son importantes para mantener la homeostasis celular y prevenir la tumorigénesis. Varias proteínas de punto de control del ensamblaje del huso actúan como reguladores positivos y negativos para garantizar la segregación cromosómica adecuada en cada ciclo celular, evitando la inestabilidad cromosómica (CIN), también conocida como inestabilidad del genoma .

Actualmente, la integridad del genoma se evalúa a varios niveles, donde algunos tumores muestran inestabilidad, manifestada en forma de sustituciones, inserciones y deleciones de bases, mientras que en la mayoría de los casos hay aumento o pérdida de cromosomas completos [63] .

Debido a que los cambios en las proteínas reguladoras mitóticas pueden provocar aneuploidía, una ocurrencia común en el cáncer [64] , inicialmente se pensó que estos genes podrían mutar en los tejidos cancerosos [65] .

Genes mutados en el cáncer

En algunos cánceres, los genes subyacentes a los defectos que conducen a la transformación están bien caracterizados. En los cánceres hematológicos como el mieloma múltiple, las anomalías citogenéticas son muy comunes debido a la naturaleza congénita de las roturas del ADN necesarias para reorganizar el gen de la inmunoglobulina. Sin embargo, defectos en proteínas como MAD2, que funcionan predominantemente en el SAC, también son característicos del mieloma múltiple [66] . La mayoría de los tumores sólidos también son predominantemente aneuploides. Para el cáncer colorrectal, BUB1 y BUBR1, así como la amplificación de STK15, son reguladores clave implicados en la inestabilidad genómica que conduce al cáncer [67] . En el cáncer de mama, la forma genética caracterizada por el gen BRCA-1 muestra un mayor nivel de inestabilidad genómica que las formas esporádicas. Los experimentos han demostrado que los ratones sin BRCA-1 tienen una expresión reducida de la proteína clave del punto de control del huso MAD2 [68] . Para otros tipos de cáncer, se necesita más trabajo para identificar las causas de la aneuploidía.

Otros genes no asociados tradicionalmente con SAC en el cáncer

Parece que las variaciones en los niveles fisiológicos de estas proteínas (como Mad2 o BubR1) se asocian con aneuploidía y tumorigénesis, y esto se ha demostrado en modelos animales [69] [70] . Sin embargo, investigaciones recientes sugieren que lo que parece estar sucediendo es un escenario más complejo: la aneuploidía puede conducir a una alta incidencia de tumorigénesis solo cuando los cambios en los niveles de componentes específicos de los puntos de control mitóticos (ya sea hacia abajo o sobreexpresados) en los tejidos también inducen otros defectos. que pueden predisponerlos a tumores [71] . Es decir, defectos tales como mayor daño en el ADN, reordenamientos cromosómicos y/o tasas reducidas de muerte celular. Se sabe que varios componentes de los puntos de control mitóticos están involucrados en funciones fuera de la mitosis: importación nuclear (Mad1), represión transcripcional (Bub3) y muerte celular, respuesta al daño del ADN, envejecimiento y megacariopoyesis para BubR1. Todo esto confirma la conclusión de que el aumento de la tumorigénesis se asocia no solo con la aneuploidía, sino también con otros defectos [71] .

Las mutaciones asociadas con el cáncer que afectan a genes de puntos de control conocidos, como BUB1 o BUBR1, son en realidad raras. Sin embargo, varias proteínas involucradas en el cáncer se cruzan con las redes de ensamblaje del huso. Los supresores de tumores clave, como p53 , también desempeñan un papel en el punto de control del huso. La ausencia de p53, el gen mutado más comúnmente en el cáncer humano, tiene un gran efecto en los reguladores del punto de control del ciclo celular, y se ha demostrado en el pasado que actúa en los puntos de control G1, pero ahora también parece ser importante en la regulación del punto de control del huso . 72] . Otro aspecto clave del cáncer es la inhibición de la muerte celular o apoptosis . La survivina , miembro de la familia de los inhibidores de la apoptosis (IAP), se localiza en grupos de microtúbulos del huso mitótico cerca de los centrosomas y en los cinetocoros de los cromosomas en metafase. La survivina no solo inhibe la apoptosis para promover la tumorigénesis, sino que ha sido implicada (a través de ratones knockout experimentales) como un regulador importante de la segregación cromosómica y las etapas tardías de la mitosis, similar a su función en organismos más primitivos [73] .

Dr. los aspectos del punto de control del ensamblaje del huso, como la unión del cinetocoro, la función de los microtúbulos y la cohesión de las cromátidas hermanas, probablemente también sean defectuosos y causen aneuploidía. Se ha observado que las células cancerosas se dividen en múltiples direcciones, evadiendo el punto de control del ensamblaje del huso, lo que da lugar a mitosis multipolares [74] . La transición metafase-anafase multipolar ocurre a través de un ciclo de separasa incompleto, lo que resulta en eventos frecuentes de no disyunción que aumentan la aneuploidía en las células cancerosas.

Tratamiento del cáncer SAC

Los avances en este campo han llevado a la introducción de varios tratamientos que se enfocan en los defectos en el ensamblaje del husillo. Las terapias más antiguas, como los alcaloides de la vinca y los taxanos, se dirigen a los microtúbulos que acompañan la formación del huso mitótico al interrumpir la dinámica de los microtúbulos que reclutan el SAC, deteniendo la célula y, finalmente, provocando la muerte celular [75] . El taxol y el docetaxel todavía se usan para tratar el cáncer de mama, de ovario y otros cánceres epiteliales. Sin embargo, estos tratamientos a menudo se caracterizan por una alta incidencia de efectos secundarios y resistencia a los medicamentos.

También se persiguen otros objetivos en la red de reguladores que influyen en la SAC; mucho interés se ha desplazado hacia las proteínas aurora quinasa [76] . El gen de la cinasa Aurora A , cuando se amplifica, actúa como un oncogén que suprime la SAC, lo que provoca un inicio anómalo de la anafase y una aneuploidía posterior, así como resistencia a TAXOL [77] . Curiosamente, el inhibidor de molécula pequeña Aurora A ha demostrado un efecto antitumoral en un modelo in vivo, lo que sugiere que puede ser un buen objetivo para un mayor desarrollo clínico [78] . Los inhibidores de Aurora B , que también se encuentran en desarrollo clínico, dan lugar a una unión anormal de los cinetocoros a los microtúbulos y también eliminan el punto de control mitótico [76] . Survivin también es un objetivo molecular atractivo para el desarrollo terapéutico clínico, ya que actúa como un nodo maestro en múltiples vías, una de las cuales es la formación del huso y el control del punto de control [79] . Incluso otros enfoques incluyeron la inhibición de proteínas motoras mitóticas como KSP. Estos inhibidores, que se han probado clínicamente recientemente, provocan la detención de la mitosis y, al reclutar el punto de control del ensamblaje del huso, inducen la apoptosis [80] [3] .

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Lecturas adicionales 

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  • Wang X, Babu JR, Harden JM, Jablonski SA, Gazi MH, Lingle WL, de Groen PC, Yen TJ, van Deursen JM (julio de 2001). "La proteína del punto de control mitótico hBUB3 y el factor de exportación de ARNm hRAE1 interactúan con las proteínas que contienen la secuencia de unión a GLE2p (GLEBS)". El Diario de Química Biológica . 276 (28): 26559-67. DOI : 10.1074/jbc.M101083200 . PMID  11352911 .
  • Kitagawa R, Rose AM (diciembre de 1999). "Los componentes del punto de control del ensamblaje del huso son esenciales en Caenorhabditis elegans". Naturaleza Biología Celular . 1 (8): 514-21. DOI : 10.1038/70309 . PMID  10587648 . S2CID  25953096 .

Enlaces

 ciclo celular
Etapas
interfase
fase M
Otras fases
puntos de control
Reguladores
ciclinas
  • A
  • B
  • D
  • mi
  • F
Quinasas dependientes de ciclina
Ligasas de ubiquitina
inhibidores de cdk
  • Cip/Kip ( p21 , p27 , p57 )
  • TINTA4 ( p15 , p16 , p18 , p19 )
Otro
  • cdc2
  • cd25
  • cdc42
  • Proteína de predisposición a la apoptosis celular
  • E2F
  • factor de aceleración de la maduración
  • Pequeñito