Cap , 5'-cap (pronunciado five-stroke-cap ), o cap-structure (del inglés cap - cap): estructura en el extremo 5' del ARN mensajero (ARNm) y algunos otros ARN eucariotas . El casquete consta de uno o más nucleótidos modificados y es característico solo de los transcritos sintetizados por la ARN polimerasa II . La presencia de una caperuza es una de las características que distinguen a los ARNm eucarióticos de los procarióticos , que llevan trifosfato en el extremo 5'. Esta y otras diferencias provocan una estabilidad significativamente mayor, un mecanismo especial de iniciación de la traducción y otras características del ciclo de vida del ARNm eucariótico [1] [2] .
La tapa es un ribonucleótido modificado : 7-metilguanosina conectado por un puente 5',5'- trifosfato al primer residuo de nucleótido de la transcripción. En un sentido estricto, la 7-metilguanosina se entiende como un tope. Además, los dos primeros nucleótidos del transcrito pueden metilarse en la posición 2'-O del residuo de ribosa . La tapa promueve el procesamiento eficiente del pre-ARNm, la exportación del ARNm desde el núcleo, su traducción y la protección contra la degradación rápida [3] [1] .
Hasta la década de 1970, los estudios bioquímicos de ARNm se realizaban principalmente en E. coli ( Escherichia coli ) y bacteriófagos . En ese momento, se había descubierto que los ARNm de E. coli tenían tres grupos fosfato en el extremo 5', y se hizo la misma suposición para los ARNm eucarióticos . En 1971-1972, Kin-Ichiro Miura y Aaron Shatkin establecieron que los ARN de reovirus contienen fosfato de 2'-O-metilguanosina. Esta fue la primera evidencia de la presencia de nucleótidos con grupos metilo en el ARN de virus eucariotas [4] .
Miura continuó trabajando en Japón con Yasuhiro Furuichi. Este último encontró que la presencia de un donante de grupo metilo ( S-adenosilmetionina ) en la mezcla de reacción es necesaria para la transcripción eficiente de los genes del virus de la polihedrosis citoplasmática , mientras que un grupo metilo es parte del primer nucleótido de la transcripción, y el segundo es parte de un componente desconocido. Furuichi también señaló que el extremo 5' de dicho ARN está protegido de la acción de la fosfatasa alcalina [5] . En el mismo año, se publicaron varios artículos más que describen la presencia de nucleótidos metilados en ARN aislado de células eucariotas. Después de discutir todos los resultados obtenidos, Fritz Rottmann sugirió que m 7 GppNp (donde N es cualquier nucleótido) es una estructura que bloquea los extremos 5' de todos los ARNm eucariotas [6] . Un poco más tarde, Furuichi y Miura refinaron esta estructura y mostraron la presencia no de un puente di-, sino de un trifosfato en ella. Al mismo tiempo, Wei, Moss y el grupo de Miura encontraron m 7 GpppGp y m 7 GpppAp en los extremos 5' del ARNm de vaccinia [4] .
Furuiti, Shatkin y James Darnell y sus colegas pronto analizaron el ARNm de las células HeLa y descubrieron que sus extremos 5' están protegidos por la misma estructura que el ARN viral [7] . Darnell propuso por primera vez el uso del término "tapa" [4] .
Una tapa especial (m 2,2,7 GpppNp), característica de los ARN nucleares pequeños , fue descubierta por primera vez por el grupo de Harris Bush. Sin embargo, al igual que con la tapa normal, la primera vez que la estructura se determinó incorrectamente, contenía un puente difosfato en lugar de uno trifosfato [8] .
Las enzimas taponadoras se aislaron por primera vez en el laboratorio de Moss [1] .
En la gran mayoría de los eucariotas, el extremo 5' de los transcritos sintetizados por la ARN polimerasa II se modifica durante la transcripción mediante la adición de 7-metilguanosina (ver figura). La ARN polimerasa II sintetiza todos los pre-ARNm, algunos ARN nucleares pequeños y ARN nucleolares pequeños . Los virus que están adaptados a la vida en las células eucariotas también pueden tener ARN protegido, ya sea que sean sintetizados por la ARN polimerasa II u otra enzima [9] . Dependiendo de la posición sistemática del organismo eucariótico y del tipo de ARN, la estructura de protección inicial puede sufrir modificaciones adicionales, principalmente metilación [10] .
Para 2013, se conocen los siguientes tipos de gorras [1] [10] [11] :
Curiosamente, en el ARN de los virus animales, el primer nucleótido después de la 7-metilguanosina suele ser purina , que se puede metilar adicionalmente en los átomos de la base nitrogenada (por ejemplo, para formar N 6 -metiladenosina). En los ARNm de células animales, el primer nucleótido después de la tapa puede ser cualquiera de los cuatro y, por regla general, también está metilado adicionalmente. En general, se puede decir que cuanto más organizado esté el organismo, más grupos metilo por casquete [1] .
El taponamiento es el primer paso en la maduración del ARN . El taponamiento se produce durante la transcripción en el núcleo celular , cuando el transcrito sintetizado alcanza una longitud de 25 a 30 nucleótidos [13] . El taponamiento lo llevan a cabo tres enzimas : ARN trifosfatasa, guaniltransferasa y guanil-N 7 -metiltransferasa [14] .
La ARN trifosfatasa escinde el grupo γ-fosfato del nucleótido 5'-terminal de la transcripción. La secuencia de aminoácidos de las trifosfatasas de ARN varía significativamente entre los eucariotas, y se pueden distinguir al menos dos familias de estas enzimas: trifosfatasas de ARN dependientes de cationes bivalentes (características de protozoos , hongos y virus eucariotas ) y trifosfatasas de ARN independientes de cationes bivalentes (características de animales y plantas ) [15] .
En la levadura de panadería ( Saccharomyces cerevisiae ), la ARN trifosfatasa está codificada por su propio gen Cet1 , mientras que en los mamíferos y otros organismos multicelulares se sintetiza una enzima bifuncional que tiene actividad de ARN trifosfatasa ( dominio N-terminal ) y guanil transferasa (dominio C-terminal). dominio) [16] . La guanil transferasa (codificada por el gen Ceg1 en levadura) lleva a cabo la transferencia del residuo GMP de GTP al grupo β-fosfato del nucleótido 5'-terminal del transcrito con la formación de la estructura GpppN. Esta reacción ocurre en dos pasos para formar un intermediario enzima-(lisil-N)-GMP. La guaniltransferasa solo puede usar 5'-difosfato como sustrato, lo que garantiza que solo los extremos 5' de los transcritos primarios estén protegidos, pero no los formados como resultado del procesamiento endonucleolítico del ARN (escisión de fragmentos de ARN 5'-terminales por endonucleasas ). Como excepción, en tripanosomas y nematodos , es posible la protección de ARNm que han sufrido procesamiento endonucleolítico. Los ARN con caperuza de líder corto se fusionan con el extremo 5' del ARNm. Sin embargo, incluso en este caso, los ARN líderes se someten a un límite durante la transcripción [16] .
La N 7 -metiltransferasa (o 7-metiltransferasa) en todos los organismos está codificada por un gen separado ( Abd1 en levadura) [15] . Esta enzima cataliza la transferencia de un grupo metilo de la S-adenosilmetionina al ARN de Gppp para formar ARN de m 7 Gppp.
La limitación durante la transcripción está asegurada por el hecho de que las enzimas correspondientes se unen directamente al dominio C-terminal fosforilado de la subunidad grande de la ARN polimerasa II [17] [18] . El dominio C-terminal tiene una estructura conservada evolutivamente única: consiste en motivos de aminoácidos Tyr - Ser - Pro - Thr -Ser-Pro-Ser repetitivos [15] .
Varias proteínas quinasas pueden fosforilar residuos de aminoácidos en el dominio C-terminal. La transición desde el inicio de la transcripción hasta el alargamiento temprano va acompañada de la fosforilación de Ser-5 por el factor de transcripción TFIIH [19] . Durante la transcripción, la cantidad de Ser-5 fosforilada disminuye y comienza a predominar la Ser-2 fosforilada [15] . Después de que la ARN polimerasa II se fosforila en Ser-5, se agrega el factor de transcripción negativo DSIF ( factor inductor de sensibilidad DRB ) al complejo de transcripción , que a su vez atrae a un segundo regulador negativo, NELF ( factor de elongación negativo ) . Juntos, estos factores inhiben temporalmente el paso posterior de la transcripción.
El dominio guanil transferasa de la enzima capping de mamíferos tiene afinidad por el dominio C-terminal de la ARN polimerasa II, que se fosforila en Ser-5. En la levadura, la guaniltransferasa Ceg1 se une a la ARN polimerasa, que luego recluta a la ARN trifosfatasa Cet1 en el complejo. Además, la guanil transferasa se une simultáneamente a una de las subunidades del factor DSIF. La unión a la forma fosforilada de la ARN polimerasa ya DSIF estimula la actividad catalítica de la guaniltransferasa [20] .
Las interacciones descritas aseguran que la protección se produzca poco después del inicio de la transcripción y antes de que el complejo de transcripción avance hacia la elongación productiva. Se cree que la Ser-5 fosforilada se pierde cuando la transcripción alcanza los 500 nucleótidos de longitud. Al mismo tiempo, las enzimas taponadoras también se disocian del complejo de transcripción [19] . Es importante tener en cuenta que no solo la transcripción determina el curso de la limitación, sino que el éxito del proceso de limitación también influye en el curso posterior de la transcripción (ver más abajo).
La protección del extremo 5' del transcrito de ARN determina en gran medida su destino posterior en la célula. Se conocen las siguientes funciones cap:
Varios estudios indican que las enzimas taponadoras pueden desempeñar un papel en la regulación de la transcripción [20] . En 2007, se demostró que los promotores de muchos genes eucarióticos contienen constantemente un complejo de iniciación totalmente ensamblado que puede sintetizar transcritos cortos, pero se suprime el movimiento posterior de este complejo hacia el gen, es decir, la transición desde el inicio hasta el alargamiento de la transcripción. [21] [22] [23 ] . Se supone que dicho sistema permite, si es necesario, iniciar rápidamente la transcripción, lo que es especialmente importante en el caso de los genes responsables del desarrollo embrionario y la respuesta celular a influencias externas. El mecanismo de cambiar la transcripción de "pausa" a elongación productiva se considera actualmente como una forma clave para controlar la transcripción. Hay motivos para creer que la limitación puede ser uno de estos "interruptores" [24] .
Según algunos datos, el movimiento del complejo de transcripción es inhibido por los factores de transcripción DSIF y NELF, que actúan en conjunto, y se restablece bajo la acción del regulador positivo PTEFb, que fosforila motivos de aminoácidos repetitivos en el dominio C-terminal de ARN polimerasa II en la posición Ser-2 [20] . Varios grupos de investigadores han encontrado que la transcripción de genes en la levadura es estimulada por enzimas de protección [25] [26] [27] . Se ha demostrado que el efecto de estas enzimas sobre la transcripción no cambia, incluso si resultan catalíticamente inactivas debido a mutaciones. Este hecho sugiere que la mera presencia de enzimas capping en el complejo de transcripción, y no necesariamente incluso la estructura cap, estimula el movimiento del complejo de transcripción. El efecto estimulante de las enzimas capping sobre la transcripción puede explicarse, en primer lugar, por el hecho de que son capaces de unirse a DSIF, desplazando a NELF del complejo con él, como resultado de lo cual se detiene el efecto inhibitorio de DSIF sobre la transcripción [26] . En segundo lugar, se ha demostrado que la 7-metiltransferasa de la levadura Schizosaccharomyces pombe y el nematodo Caenorhabditis elegans pueden reclutar el factor de transcripción PTEFb en el complejo de transcripción, lo que promueve el comienzo del movimiento del complejo en el gen [28] [29] . Además, el complejo de proteínas de unión a la caperuza (CBC) [30] proporciona un reclutamiento adicional de PTEFb .
Al mismo tiempo, se ha demostrado que la transcripción de al menos algunos genes de levadura de panadería se produce independientemente del taponamiento [20] . Por lo tanto, en la levadura, el acoplamiento de protección y transcripción es una característica específica del gen. La investigación adicional puede mostrar si este es el caso de otros organismos.
La estructura cap estimula el empalme del pre-ARNm tanto in vitro como in vivo , y la escisión del intrón más cercano al extremo 5' del transcrito se estimula en mayor medida [31] [32] [33] . El efecto positivo de la caperuza en el empalme se explica de la siguiente manera: inmediatamente después de que la caperuza se une al extremo 5' del transcrito , el complejo de unión de la caperuza (CBC ) se une a él, lo cual es importante para las etapas posteriores de pre- procesamiento de ARNm . El CBC consta de dos subunidades: cap-binding CBP20 ( proteína de unión a cap en inglés ) y CBP80 auxiliar [34] . El complejo cap-binding interactúa con uno de los componentes del spliceosoma , snRNP U1, y asegura su aterrizaje en el pre-ARNm cerca del extremo 5'. snRNP U1 es responsable del reconocimiento del sitio de empalme del extremo 5', a partir del cual comienza el ensamblaje posterior del spliceosoma [35] . Cabe señalar que, al igual que en el caso de la transcripción, actualmente no se sabe exactamente qué proporción de pre-ARNm, cuyo corte y empalme no depende de la presencia de un capuchón, en diferentes organismos. Sin embargo, se ha demostrado que dicha dependencia es específica de genes en S. cerevisiae [20] .
El extremo 3' del ARNm eucariótico se forma en dos etapas: primero, una endonucleasa especial introduce una ruptura en el extremo 3' del ARNm, y luego la poli(A) polimerasa une una cola de poliadenina al extremo 3' recién formado [36 ] . La presencia de la tapa estimula la escisión endonucleolítica del extremo 3' del ARNm en extractos de núcleos de células HeLa [37] [38] . El efecto positivo de la tapa en este caso también se lleva a cabo a través del complejo cap-binding, que se une a los componentes del complejo de procesamiento 3' y asegura su estabilidad [39] . Aún no se ha establecido claramente si la presencia de una tapa influye en la eficiencia de la poliadenilación.
La tapa juega un papel importante en el transporte de ARN desde el núcleo. La exportación de mRNA se lleva a cabo con la participación de un complejo de factores de transporte Mex67-Mtr2 (en levaduras) o TAP-p15 (en organismos multicelulares) [40] . Sin embargo, este complejo se une al ARNm no directamente, sino a través de la proteína adaptadora Yra1 (en levadura) o ALY/REF (en organismos multicelulares), que es una de las subunidades del complejo proteico TREX. A su vez, TREX es reclutado en el complejo con mRNA debido a la interacción directa de ALY/REF con la subunidad CBC80 del complejo cap-binding [41] . Este mecanismo asegura la unión del complejo de transporte cerca del extremo 5' del ARNm y la dirección correspondiente de su transporte, con el extremo 5' hacia el citoplasma.
Los ARN nucleares pequeños sintetizados por la ARN polimerasa II se exportan al citoplasma durante un tiempo para su posterior maduración, después de lo cual regresan al núcleo para realizar sus funciones, mientras que la cubierta regula su transporte en ambas direcciones. Los snRNA se exportan con la participación de la proteína de transporte Crm1 , que, como en el caso del mRNA, se une a un sustrato específico a través de la proteína adaptadora PHAX ( adaptador fosforilado para la exportación de ARN ) [42] . PHAX se une a los snRNA a través de su afinidad por el complejo de unión a cap. Durante la formación de snRNP en el citoplasma, la estructura de la tapa del snRNA sufre una doble metilación con la formación de una tapa de 2,2,7-trimetilguanosina [10] . Otro factor de transporte, la snurportina 1, reconoce esta tapa modificada y permite el transporte de snRNP de vuelta al núcleo [43] . Es probable que la metilación adicional de la tapa también evite la exportación repetida o accidental de ARN desde el núcleo y/o su regreso al núcleo después de la mitosis .
La presencia de una tapa en el extremo 5' protege a las moléculas de ARNm de la rápida degradación por exonucleasas de dos maneras [44] [1] . En primer lugar, las 5'-exonucleasas no pueden escindir el enlace 5',5'-trifosfato que conecta la tapa y el ARNm. En segundo lugar, las proteínas de unión a cap (por ejemplo, los factores de iniciación de la traducción eucariotas eIF4E-eIF4G) bloquean el acceso de las nucleasas al extremo 5' del ARNm [10] . La escisión de la tapa (desencapsulación) es uno de los pasos clave en algunas vías de degradación del ARNm.
A través del proceso de escisión de los ARNm que contienen codones de parada prematuros (NMD), la célula se deshace de los ARNm en los que se pueden sintetizar proteínas truncadas y probablemente incapaces. El ARNm maduro, que todavía contiene el complejo de unión a la caperuza CBC en el extremo 5' y otras proteínas características de los mRNP nucleares, se recluta en la primera ronda de traducción de sondeo . Si se detecta la presencia de un codón de terminación prematuro durante la traducción, dicho ARNm se degrada a lo largo de la ruta de NMD. Si no existiera tal codón de parada, entonces las proteínas de unión al ARNm se reemplazan por las características del citoplasma (por ejemplo, la unión del ARNm de PABP2 a la cola de poliadenina se reemplaza por PABP1, CBC por eIF4E), y el ARNm se convierte en una plantilla completa para la traducción. [45] .
La mayoría de los mRNA eucarióticos se traducen por un mecanismo dependiente de la caperuza , y solo una proporción relativamente pequeña de ellos se traduce por el mecanismo de entrada al ribosoma interno . Se ha sabido durante un tiempo relativamente largo que los ARNm sin caperuza son moldes deficientes para la síntesis de proteínas en experimentos in vitro y que la presencia de una caperuza estimula la unión del mRNA al ribosoma [1] . Hasta la fecha, se ha descrito la base molecular de este fenómeno. El inicio de la traducción dependiente de la caperuza incluye el ensamblaje del complejo eIF4F (eIF4E–eIF4G–eIF4A) en el extremo 5' con caperuza del ARNm. El factor de iniciación de la traducción de unión a cap eIF4E es el primero en unirse al ARNm , que atrae a la proteína más grande eIF4G al complejo. eIF4G, a su vez, sirve como plataforma para el aterrizaje de otras proteínas: eIF4A, eIF3 y PABP. La acción de estas y varias otras proteínas prepara el ARNm para la inserción del complejo de preiniciación 43S que contiene la subunidad pequeña del ribosoma. A esto le sigue el escaneo de la subunidad pequeña del ribosoma de la región 5' no traducida del ARNm, comenzando desde el extremo 5', en busca de un codón de inicio y el comienzo de la síntesis de proteínas [46] [47] .
La tapa, junto con la cola de poli(A) , asegura la estabilidad de la molécula de ARNm, y la escisión de la tapa conduce a su degradación. Por lo tanto, el destapado es un momento crítico en el ciclo de vida del ARNm y está altamente regulado en la célula [48] .
Hay varias vías posibles para la degradación del ARNm eucariótico [49] :
En el caso de la degradación del ARNm dependiente del acortamiento de la cola poli(A), los eventos pueden desarrollarse según dos escenarios no excluyentes. La escisión en la dirección 5'→3' comienza con la desprotección del ARNm bajo la acción de un complejo proteico desprotector. En S. cerevisiae , este complejo consta de dos proteínas: la subunidad catalítica Dcp2 [en] y el coactivador Dcp1 . En los eucariotas superiores, este complejo incluye una tercera proteína denominada Hedls (en humanos), que proporciona una comunicación adicional entre las subunidades del complejo y estimula el decapitado [48] . Los productos de la reacción de decapado son 7-metil- GDP y ARN con un monofosfato en el extremo 5'. Este extremo 5' se vuelve accesible para la exoribonucleasa Xrn1 , que degrada el ARNm en la dirección 5'→3'. Las proteínas involucradas en la degradación 5'→3' del ARNm se encuentran en abundancia en los cuerpos de procesamiento , que se consideran un posible sitio para el almacenamiento y/o la degradación del ARNm [49] .
La destrucción del ARNm en la dirección 3'→5' es catalizada por una gran exonucleasa de múltiples subunidades, el exosoma . El di-u oligonucleótido rematado, que queda después del final del exosoma, sufre un decapitado bajo la acción de la enzima DcpS con la formación de 7-metil-GMP. DcpS también convierte el 7-metil-GDP, que se forma durante el decapado del ARNm por la acción del complejo decapante, en 7-metil-GMP [10] .
Se ha demostrado que los ARNm decapitados se pueden volver a tapar en el citoplasma [3] . En 2009, se confirmó la sugerencia de que los ARNm truncados, que se forman como resultado de una escisión incompleta a lo largo de la ruta de NMD, experimentan una modificación en el terminal 5' indistinguible del caping. Además, se encontraron enzimas citoplasmáticas que forman un único complejo y aseguran la adición secuencial de β-fosfato y GMP al monofosfato en el extremo 5' del ARN truncado. Como resultado de estas dos reacciones, se forma la estructura GpppN [50] . Aunque la 7-metiltransferasa está presente en el citoplasma, no forma parte del complejo de protección citoplasmática. Actualmente se desconoce exactamente cómo se produce la metilación de la caperuza durante la caperuza citoplasmática [3] , y tampoco se sabe qué significado biológico puede tener la caperuza.
Los virus usan la maquinaria sintética de la célula para reproducirse, y la traducción eficiente de los ARNm virales es esencial para su supervivencia. En las células eucariotas, solo los ARNm protegidos pueden ser estables y traducidos. Por el contrario, los ARNm desprotegidos se degradan rápidamente y pueden provocar la activación de la defensa antiviral de la célula. La coevolución de los virus y sus huéspedes ha llevado a la aparición de varios mecanismos en los virus para superar este problema [9] :
Algunos virus eluden el problema de la protección mediante el uso de estructuras IRES o proteínas protectoras unidas covalentemente en los extremos 5' de su ARNm [9] .
La protección del ARN es un fenómeno exclusivo de los eucariotas y sus virus. Dado que la caperuza es característica de todos los eucariotas vivos, se cree que la caperuza estaba presente en su último ancestro común [16] .
Se han identificado varias causas posibles del mecanismo de tapado. Primero, es la pérdida de las secuencias de Shine-Dalgarno como una forma de identificar el ARNm por los ribosomas. Los ARNm bacterianos contienen una secuencia específica de 8 nucleótidos en el extremo 5' que se empareja de manera complementaria con la región del ARNr 16S para iniciar la traducción. Los eucariotas usan la tapa como una característica única del ARNm, la unión de eIF4E a la tapa representa uno de los primeros eventos en el inicio de la traducción. Por otro lado, el análisis del genoma de algunas arqueas (microorganismos procarióticos, presumiblemente descendientes de un ancestro común con los eucariotas) también reveló la ausencia de secuencias Shine-Dalgarno, al menos en algunos ARNm. Si bien no se han encontrado homólogos de enzimas de protección eucariotas en arqueas , esto puede indicar que las arqueas han desarrollado otro mecanismo de iniciación de la traducción, aún desconocido [16] .
La segunda razón posible para la aparición de la tapa puede ser la aparición en eucariotas de 5'-exoribonucleasas, que aún no se han encontrado ni en bacterias ni en arqueas. Se sugiere que las 5'-exoribonucleasas y el mecanismo de protección podrían coevolucionar como un medio de protección primitiva de las células eucariotas frente a los virus [16] .
Un análisis comparativo del aparato de capping de los eucariotas nos permite hacer suposiciones sobre su filogenia . En particular, se planteó la hipótesis de que el último ancestro común de animales y plantas multicelulares existió más tarde que el último ancestro común de animales y hongos multicelulares [51] . Esto va en contra de los datos del análisis comparativo de rRNA , que acerca a los animales multicelulares a los hongos que a las plantas [16] .
La coevolución a largo plazo de los eucariotas y sus virus ha llevado al desarrollo de mecanismos para el reconocimiento inespecífico de la presencia de virus por parte del sistema inmunitario innato de los mamíferos. Los receptores de membrana de las células inmunitarias TLR7 y TLR8 responden a la aparición en el organismo de ARN monocatenarios que portan 5'-trifosfato o cap 0 [52] . Los receptores citoplasmáticos RIG-I y MDA5 reconocen ARN con trifosfato en el extremo 5' y ARN monocatenario o bicatenario con cap 0 o una proteína tipo VPg en el extremo 5', respectivamente [53] [54] . Al mismo tiempo, la 2'-O-metilación de la ribosa en la estructura de la tapa actúa como un criterio para la diferenciación del "auto-enemigo" por parte de las células del sistema inmunitario. Los receptores que se unen a sus ligandos transmiten una señal a otras moléculas, lo que eventualmente conduce a la activación de las defensas antivirales del cuerpo. Los experimentos en ratones de laboratorio han demostrado que una forma mutante de coronavirus que no es capaz de 2'-O-metilar la ribosa provoca una respuesta antiviral más fuerte y se reproduce de manera menos eficiente [54] .
Muchos patógenos y virus codifican sus propias enzimas de protección, y aunque la protección que sintetizan puede ser idéntica a la de los humanos, estas enzimas pueden variar mucho en la composición de subunidades y la actividad catalítica. Esta es la base de la idea de desarrollar medicamentos destinados a bloquear las enzimas de los microorganismos patógenos. Por ejemplo, uno de los mecanismos de acción del medicamento antiviral ribavirina , además de la inhibición de la replicación del ARN, es una violación de la protección del ARNm viral. Como un análogo de la guanosina, la ribavirina se trifosforila en la célula y se transfiere al extremo 5' del ARNm viral mediante la guaniltransferasa viral. Sin embargo, la guanil-7-metiltransferasa viral metila de manera ineficiente los ARN cubiertos de ribavirina. Como resultado, se sintetizan ARNm "pseudo-tapados", que son estables en la célula, pero prácticamente no se traducen en proteínas virales [55] [56] .
| Modificaciones postranscripcionales | |||||||||
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| Nuclear |
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